密花石斛离体组织培养的步骤

⑴ 植物组织培养一般的的流程

植物组织培养的流程：

第一步，将采来的植物材料除去不用的部分，将需要的部分仔细洗干净，如用适当的刷子等刷洗。把材料切割成适当大小，即灭菌容器能放入为宜。置自来水龙头下流水冲洗几分钟至数小时，冲洗时间视材料清洁程度而宜。易漂浮或细小的材料，可装入纱布袋内冲洗。

第二步是对材料的表面浸润灭菌。要在超净台或接种箱内完成，准备好消毒的烧杯、玻璃棒、70%酒精、消毒液、无菌水、手表等。用70%酒精浸10～30秒。由于酒精具有使植物材料表面被浸湿的作用，加之70%酒精穿透力强，也很易杀伤植物细胞，所以浸润时间不能过长。

第三步是用灭菌剂处理。表面灭菌剂的种类较多，可根据情况选取1～2种使用见表。第四步是用无菌水涮洗，涮洗要每次3min左右，视采用的消毒液种类，涮洗3～10次左右。

(1)密花石斛离体组织培养的步骤扩展阅读

组织培养技术是在人为创造的无菌条件下将生活的离体器官（如根、茎、叶、茎段、原生质体）、组织或细胞置于培养基内，并放在适宜的环境中，进行连续培养以获得细胞、组织或个体的技术。

组织培养技术原理

植物组织培养的原理是细胞全能性。也就是说每个植物细胞里都含有一整套遗传物质，只不过在特定条件下才会表达。

组织培养基于此原理就可以将已处于分化终端或正在分化的植物组织脱分化，诱导形成愈伤组织，再在愈伤组织上形成新的丛生芽。

组织培养技术的应用

（1）改良作物：增加遗传变异性。

（2）繁殖植物：组织培养中从一个单细胞，一块愈伤组织，一个芽（或其它器官）都可以获得无性系。无性系就是用植物体细胞繁殖所获得的后代。

（3）有用化合物：有用化合物包括药物、橡胶、香精油、色素等。这些化合物许多都是高等植物的次生代谢物，有些化合物还不能大规模地人工合成，而靠植物产生这些化合物来源有限。因此，利用组织培养方法，培养植物的某些器官或愈伤组织，并筛选出高产、高合成能力、生长快的细胞株系，以进行工业化生产，是一条行之有效的途径。

⑵ 植物离体快繁的基本程序(植物组织培养)

植物组织培养的基本程序其实你说的很清楚了，那我就简单解释每个过程，看看是否如你所愿。
1、外植体选择
包括根、茎、叶、花、根等在内的几乎所有植物的器官（细胞全能性）都可以选取作为外植体材料，然后进行消毒培养，诱导脱分化形成愈伤组织。
2、增殖培养
将愈伤组织经过合适的培养基、激素等内部条件和光照、温度等外部条件培育后使其再次分化形成丛生芽（如果是兰花的根状茎则可直接进行扩增），这个过程其实就包含了增殖，可以对新形成的分化程度较低的材料再次进行切割培养，形成更多的后代。
3、生根发芽
对扩增出来的丛生芽进行进一步培养，可以有两个方向，一是选取合适条件使其有利于芽伸长，另一是使其有利于生根，经过这个阶段后长出来的就是小苗了。
4、移栽
移栽组培苗涉及到炼苗的过程，因为组培苗所待的温室环境和室外环境毕竟相差很大，而且从无菌环境带入有菌环境自然就涉及到一个慢慢适应的过程，其实就是一个引导适应性的阶段。
5、管理
因为移栽后的苗比起自然生长的苗有一些不同的特点，因为自身出身“高贵”，所以就显得“娇气”一些，对于施肥，用药等各方面都需比普通苗注意很多，以保持移栽苗优良的品质。
希望对你有点帮助！

⑶ 简述植物组织培养的步骤

植物组织培养方法
1
MS培养基的配制包括以下步骤。
培养基母液的配制和保存
MS培养基含有近30种营养成分，为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量，可将培养基中的各种成分，按原量的20倍或200倍分别称量，配成浓缩液，这种浓缩液叫做培养基母液。这样每次使用时，取其总量的1/20(50
mL)或1/200(5
mL)，加水稀释，制成培养液。现将制备培养基母液所需的各类物质的量列出，供配制时使用。
大量元素(母液Ⅰ)
mg/L
NH4NO3
33
000
KNO3
38
000
CaCl2·2H2O
8
800
MgSO4·7H2O
7
400
KH2PO4
3
400
微量元素(母液Ⅱ)
KI
166
H3BO3
1
240
MnSO4·4H2O
4
460
ZnSO4·7H2O
1
720
Na2MoO4·2H2O
50
CuSO4·5H2O
5
CoCl2·6H2O
5
铁盐(母液Ⅲ)
FeSO4·7H2O
5
560
Na2-EDTA·2H2O
7
460
有机成分(母液Ⅳ)
ⅣA
肌醇
20
000
ⅣB
烟酸
100
盐酸吡哆醇(维生素B6)
100
盐酸硫胺素(维生素B1)
100
甘氨酸
400
以上各种营养成分的用量，除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外，其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1
L的贮备液。其中，母液Ⅰ、母液Ⅱ及母液Ⅳ的配制方法是:每种母液中的几种成分称量完毕后，分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，最后定容到1
L。
母液Ⅲ的配制方法是:将称好的FeSO4·7H2O和Na2-EDTA·2H2O分别放到450
mL蒸馏水中，边加热边不断搅拌使它们溶解，然后将两种溶液混合，并将pH调至5.5，最后定容到1
L，保存在棕色玻璃瓶中。
各种母液配完后，分别用玻璃瓶贮存，并且贴上标签，注明母液号、配制倍数、日期等，保存在冰箱的冷藏室中。
MS培养基中还需要加入2，4-二氯苯氧乙酸(2，4-D)、萘乙酸(NAA)、6-苄基嘌呤(6BA)等植物生长调节物质，并且分别配成母液(0.1
mg/mL)。其配制方法是:分别称取这3种物质各10
mg，将2，4-D和NAA用少量(1
mL)无水乙醇预溶，将6BA用少量(1
mL)的物质的量浓度为0.1
mol/L的NaOH溶液溶解，溶解过程需要水浴加热，最后分别定容至100
mL，即得质量浓度为0.1
mg/mL的母液。
配制培养液
用量筒或移液管从各种母液中分别取出所需的用量:母液Ⅰ为50
mL，母液Ⅱ、Ⅲ、ⅣA和ⅣB各5
mL。再取2，4-D
5
mL、NAA
1
mL，与各种母液一起放入烧杯中。
配制培养液时应注意:①在使用提前配制的母液时，应在量取各种母液之前，轻轻摇动盛放母液的瓶子，如果发现瓶中有沉淀、悬浮物或被微生物污染，应立即淘汰这种母液，重新进行配制;②用量筒或移液管量取培养基母液之前，必须用所量取的母液将量筒或移液管润洗2次;③量取母液时，最好将各种母液按将要量取的顺序写在纸上，量取1种，划掉1种，以免出错。
溶化琼脂
用粗天平分别称取琼脂9
g、蒸糖30
g，放入1
000
mL的搪瓷量杯中，再加入蒸馏水750
mL，用电炉加热，边加热边用玻璃棒搅拌，直到液体呈半透明状。然后再将配好的混合培养液加入到煮沸的琼脂中，最后加蒸馏水定容至1
000
mL，搅拌均匀。
调pH
用滴管吸取物质的量浓度为1
mol/L的NaOH溶液，逐滴滴入溶化的培养基中，边滴边搅拌，并随时用精密的pH试纸(5.4~7.0)测培养基的pH，一直到培养基的pH为5.8为止(培养基的pH必须严格控制在5.8)。
2
BA为细胞分裂素
NAA
是萘乙酸，为生长素的一种
3
适于百合根的激素暂时没找到
以下是叶片和胚的激素:对麝香百合
(LiliumlongiflorumThunb)叶片进行离体培养
,可成功获得无菌苗。试验结果表明
:培养基MS
+BA
0
1mg/L
+NAA
1
0mg/L适于初代培养
,有助于根和芽的分化
;MS
+BA
0
5mg/L
+NAA1
5mg/L适于增殖培养
,利于愈伤组织的产生
,并促进芽的分化
;生根培养基为
1/
2MS
+NAA
1
0mg/L
+多效唑
10
0mg/L
;当试管苗根长
1cm时移栽易成活
在含有1
mg/
L
IAA,1
m
g/
L
GA3,6
0
0
m
g/
L
CH的
MS培养基上培养
,蔗糖含量为
6
%~
8%时
,百合幼胚胚性生长最好
,培养
30
d后可以得到正常胚
.在含有
0
.1
m
g/
L
NAA,1
m
g/
L
BA的
MS培养基上可以形成淡绿色的愈伤组织
,将这些愈伤组织转移到
1
/
2
MS无激素的培养基上培养可以形成大量的不定芽
,不定芽生根移栽后
,其成活率可达90
%以上

⑷ 歧花铁兰茎段（侧芽）的组织培养方法的步骤有哪些

①无菌材料获得。取歧花铁兰花已凋谢的植株，切掉根部，逐层剥掉基部叶片，可看到叶腋间带有浅棕色鞘叶的吸芽。小心的沿短缩茎向上剥掉所有叶片，最后切掉顶部的叶片，保留1～2mm的叶基或直接切掉茎尖。用0.1%HgCl2水溶液振荡消毒10min（加2滴吐温），无菌水冲洗5～6次后，再用无菌纸吸干水分，在超净台上吹干。

取消毒好的外植体，用力切去被HgCl2水溶液接触到的伤口部分，纵切2块或不切，小切块基部向下竖直接种到培养基。每块茎外植体都有一个或部分侧芽，主要诱导侧芽萌发形成丛生芽。

②不定芽诱导。不定芽诱导培养基：MS＋6-BA2.0～4.0mg/L＋NAA0.1mg/L＋蔗糖30g/L＋卡拉胶5.8g/L，pH5.8～6.0。培养温度25～29℃，光照时间10～12h/d，光照度20～30μmol/（m2穝）。

20d后，接种外植体变绿，短缩茎上的侧芽逐渐萌发。将萌发的侧芽分离，在相同的培养基中培养40d左右，可形成丛生芽。

③不定芽增殖。不定芽增殖培养基：MS＋6-BA2.0～3.0mg/L＋NAA0.1mg/L＋蔗糖30g/L＋卡拉胶5.8g/L，pH5.8～6.0。培养温度25～29℃，光照时间10～12h/d，光照度30～40μmol/（m2穝）。

将丛生芽切分成小块，接种到继代培养基上，光照培养，每隔30～40d继代1次，增殖系数在5.0以上。

④壮苗培养。壮苗培养基：MS＋蔗糖30g/L＋卡拉胶5.8g/L，pH5.8～6.0。培养温度25～29℃，光照时间12～15h/d，光照度30～40μmol/（m2穝）。

把产生的丛生不定芽分成单株或切割成小块后接种于培养基中。每瓶接种10株或丛生芽4块。

⑤生根培养。生根培养基：MS＋NAA0.2mg/L＋蔗糖30g/L＋卡拉胶5.8g/L，pH5.8～6.0。培养温度25～29℃，光照时间15～20h/d，光照度40μmol/（m2穝）。

当继代增殖的丛生芽长高到3～4cm时，将丛生芽分成单株，接种到生根培养基上，每瓶10株。光照培养25d后，生根率达100%。生根苗叶片浓绿，植株粗壮。可置于荫棚（70%～80%遮阴度）内炼苗，5～7d后可进行移栽。

⑥移栽。移栽时，用清水将黏附在根上的培养基洗净，用0.2%～0.3%多菌灵水溶液浸泡10～15min，移栽到基质中，淋水定根。基质宜选疏松肥沃的表土并配以过筛的河沙及椰糠、泥炭为宜，并用土壤消毒剂消毒。移栽密度为每平方米100～120株。移栽后遮阴保湿10～15d，然后逐渐去掉保湿遮阴物。移栽成活率99%以上。

百剑凤梨不定芽增殖及移栽

A.不定芽增殖B.移栽苗。

⑸ 离体细胞进行组织培养获得胚状体需要通过什么过程

（1）胚状体的培育需采用植物组织培养技术，该技术的原理是细胞的全能性．植物组织培养包括脱分化和再分化两个步骤，决定植物脱分化和再分化的关键因素是植物激素的种类和比例，尤其是生长素和细胞分裂素的协同作用在组织培养过程中非常重要；植物组织培养需要无菌条件，因此还需要对培养基进行严格的消毒（或灭菌）．
（2）“离体的细胞”进行植物组织培养获得胚状体的过程：

⑹ 简述植物组织培养的步骤

植物组织培养方法 1 MS培养基的配制包括以下步骤。
培养基母液的配制和保存 MS培养基含有近30种营养成分，为了避免每次配制培养基都要对这几十种成分进行称量，可将培养基中的各种成分，按原量的20倍或200倍分别称量，配成浓缩液，这种浓缩液叫做培养基母液。这样每次使用时，取其总量的1/20（50 mL）或1/200（5 mL），加水稀释，制成培养液。现将制备培养基母液所需的各类物质的量列出，供配制时使用。
大量元素(母液Ⅰ) mg／L
NH4NO3 33 000
KNO3 38 000
CaCl2·2H2O 8 800
MgSO4·7H2O 7 400
KH2PO4 3 400
微量元素(母液Ⅱ)
KI 166
H3BO3 1 240
MnSO4·4H2O 4 460
ZnSO4·7H2O 1 720
Na2MoO4·2H2O 50
CuSO4·5H2O 5
CoCl2·6H2O 5
铁盐(母液Ⅲ)
FeSO4·7H2O 5 560
Na2-EDTA·2H2O 7 460
有机成分(母液Ⅳ)
ⅣA
肌醇 20 000
ⅣB
烟酸 100
盐酸吡哆醇(维生素B6) 100
盐酸硫胺素(维生素B1) 100
甘氨酸 400
以上各种营养成分的用量，除了母液Ⅰ为20倍浓缩液外，其余的均为200倍浓缩液。
上述几种母液都要单独配成1 L的贮备液。其中，母液Ⅰ、母液Ⅱ及母液Ⅳ的配制方法是：每种母液中的几种成分称量完毕后，分别用少量的蒸馏水彻底溶解，然后再将它们混溶，最后定容到1 L。
母液Ⅲ的配制方法是：将称好的FeSO4·7H2O和Na2-EDTA·2H2O分别放到450 mL蒸馏水中，边加热边不断搅拌使它们溶解，然后将两种溶液混合，并将pH调至5.5，最后定容到1 L，保存在棕色玻璃瓶中。
各种母液配完后，分别用玻璃瓶贮存，并且贴上标签，注明母液号、配制倍数、日期等，保存在冰箱的冷藏室中。
MS培养基中还需要加入2，4-二氯苯氧乙酸（2，4-D）、萘乙酸（NAA）、6-苄基嘌呤（6BA）等植物生长调节物质，并且分别配成母液（0.1 mg/mL）。其配制方法是：分别称取这3种物质各10 mg，将2，4-D和NAA用少量（1 mL）无水乙醇预溶，将6BA用少量（1 mL）的物质的量浓度为0.1 mol/L的NaOH溶液溶解，溶解过程需要水浴加热，最后分别定容至100 mL，即得质量浓度为0.1 mg/mL的母液。
配制培养液 用量筒或移液管从各种母液中分别取出所需的用量：母液Ⅰ为50 mL，母液Ⅱ、Ⅲ、ⅣA和ⅣB各5 mL。再取2，4-D 5 mL、NAA 1 mL，与各种母液一起放入烧杯中。
配制培养液时应注意：①在使用提前配制的母液时，应在量取各种母液之前，轻轻摇动盛放母液的瓶子，如果发现瓶中有沉淀、悬浮物或被微生物污染，应立即淘汰这种母液，重新进行配制；②用量筒或移液管量取培养基母液之前，必须用所量取的母液将量筒或移液管润洗2次；③量取母液时，最好将各种母液按将要量取的顺序写在纸上，量取1种，划掉1种，以免出错。
溶化琼脂 用粗天平分别称取琼脂9 g、蒸糖30 g，放入1 000 mL的搪瓷量杯中，再加入蒸馏水750 mL，用电炉加热，边加热边用玻璃棒搅拌，直到液体呈半透明状。然后再将配好的混合培养液加入到煮沸的琼脂中，最后加蒸馏水定容至1 000 mL，搅拌均匀。
调pH 用滴管吸取物质的量浓度为1 mol/L的NaOH溶液，逐滴滴入溶化的培养基中，边滴边搅拌，并随时用精密的pH试纸（5.4～7.0）测培养基的pH，一直到培养基的pH为5.8为止（培养基的pH必须严格控制在5.8）。
2 BA为细胞分裂素 NAA 是萘乙酸，为生长素的一种
3 适于百合根的激素暂时没找到
以下是叶片和胚的激素：对麝香百合 (LiliumlongiflorumThunb)叶片进行离体培养 ,可成功获得无菌苗。试验结果表明 :培养基MS +BA 0 1mg/L +NAA 1 0mg/L适于初代培养 ,有助于根和芽的分化 ;MS +BA 0 5mg/L +NAA1 5mg/L适于增殖培养 ,利于愈伤组织的产生 ,并促进芽的分化 ;生根培养基为 1/ 2MS +NAA 1 0mg/L +多效唑 10 0mg/L ;当试管苗根长 1cm时移栽易成活
在含有1 mg/ L IAA,1 m g/ L GA3,6 0 0 m g/ L CH的 MS培养基上培养 ,蔗糖含量为 6 %～ 8%时 ,百合幼胚胚性生长最好 ,培养 30 d后可以得到正常胚 .在含有 0 .1 m g/ L NAA,1 m g/ L BA的 MS培养基上可以形成淡绿色的愈伤组织 ,将这些愈伤组织转移到 1 / 2 MS无激素的培养基上培养可以形成大量的不定芽 ,不定芽生根移栽后 ,其成活率可达90 %以上

⑺ 植物组织培养的流程

植物组织培养的流程：

第一步，将采来的植物材料除去不用的部分，将需要的部分仔细洗干净，如用适当的刷子等刷洗。把材料切割成适当大小，即灭菌容器能放入为宜。置自来水龙头下流水冲洗几分钟至数小时，冲洗时间视材料清洁程度而宜。易漂浮或细小的材料，可装入纱布袋内冲洗。

第二步是对材料的表面浸润灭菌。要在超净台或接种箱内完成，准备好消毒的烧杯、玻璃棒、70%酒精、消毒液、无菌水、手表等。用70%酒精浸10～30秒。由于酒精具有使植物材料表面被浸湿的作用，加之70%酒精穿透力强，也很易杀伤植物细胞，所以浸润时间不能过长。

第三步是用灭菌剂处理。表面灭菌剂的种类较多，可根据情况选取1～2种使用见表。第四步是用无菌水涮洗，涮洗要每次3min左右，视采用的消毒液种类，涮洗3～10次左右。

(7)密花石斛离体组织培养的步骤扩展阅读

组织培养技术是在人为创造的无菌条件下将生活的离体器官（如根、茎、叶、茎段、原生质体）、组织或细胞置于培养基内，并放在适宜的环境中，进行连续培养以获得细胞、组织或个体的技术。

组织培养技术原理

植物组织培养的原理是细胞全能性。也就是说每个植物细胞里都含有一整套遗传物质，只不过在特定条件下才会表达。

组织培养基于此原理就可以将已处于分化终端或正在分化的植物组织脱分化，诱导形成愈伤组织，再在愈伤组织上形成新的丛生芽。

组织培养技术的应用

（1）改良作物：增加遗传变异性。

（2）繁殖植物：组织培养中从一个单细胞，一块愈伤组织，一个芽（或其它器官）都可以获得无性系。无性系就是用植物体细胞繁殖所获得的后代。

（3）有用化合物：有用化合物包括药物、橡胶、香精油、色素等。这些化合物许多都是高等植物的次生代谢物，有些化合物还不能大规模地人工合成，而靠植物产生这些化合物来源有限。因此，利用组织培养方法，培养植物的某些器官或愈伤组织，并筛选出高产、高合成能力、生长快的细胞株系，以进行工业化生产，是一条行之有效的途径。

⑻ 药用植物离体培养再生植株是什么

（孙国栋）

一、培养再生植株的意义以植物组织培养为主要手段的植物生物技术，包括五个分支领域，即用离体技术改良植物品种，经济植物的快速繁殖，超低温种质保存，植物细胞的大量培养和植物遗传工程。在药用植物离体培养中，除了植物细胞的大量培养外，其余都涉及到再生植株的培养。和一般的植物不同，培养药用植物再生植株需要注意药用成分的变化。

（一）快速繁殖

通过离体技术大量培养再生植株可以达到快速繁殖的目的，主要用于：（1）自然繁殖率低的植物；（2）性状不一致的杂合植物，（3）资源稀少的濒危植物；（4）新培育的优良品种；（5）优良芽变品种和性状好的优选单株；（6）国外引入的少量植物材料；（7）育种过程中需要迅速扩大的某些自交系、原始材料、杂种子代；（8）组织培养或自然条件下获得的三倍体与多倍体植物；（9）除去病原菌（真菌、细菌、病毒）的植物。快速繁殖技术能否应用取决于：（1）培养技术简易、稳定、完善；（2）成本低于常规方法；（3）具有一定的设备条件和技术力量；（4）市场需要，价格适宜。如罗汉果、石斛。

（二）脱毒植株

通过茎尖培养，或者通过花瓣培养和愈伤组织长期培养，获得除去主要病毒的脱毒植株，用它作为母株继续繁殖，可以得到大量无病毒种苗，用于大田生产，可以提高产量和质量，防止品种退化。如地黄、菊花。

（三）种质保存

在4℃低温或在液氮的低温中，植物组织和细胞的生活力可以长期保持。可用于冷冻保存的植物材料有：（1）茎尖和侧生分生组织；（2）培养的植物细胞和胚状体；（3）原生质体；（4）植物器官，如胚、胚乳、子房、花药、花粉和种子等。冷冻保存植物材料，可以节省人力、地力和物力。便于地区间和国际间种质交流，通过试管繁殖提供育种的原始材料和无病毒种苗。

（四）品种改良

用离体技术改良植物品种的方法主要有：（1）通过花药、花粉、未受精子房、胚珠等培养获得单倍体植株，进行单倍体育种；（2）通过胚乳培养获得三倍体植株，或在植物组织培养中，通过秋水仙或其它因素处理获得多倍体植株；（3）通过体细胞无性系变异和细胞突变体筛选，以获得具有优良性状的变异体和突变体；（4）原生质体培养和细胞杂交。不论采用何种育种技术，都必须诱导再生植株，并对后代进行鉴定。如人参、枸杞。

（五）植物基因工程

植物基因工程包括基因分离、载体系统和受体系统三个组成部分。它直接用控制性状遗传的基因作为操作对象，可以更精确地定向改良品种，目前分离和克隆的基因有20余种。载体系统主要在研究脓杆菌的Ti质粒系统（agrobacterium tumerfaciens T-DNA）。作为受体系统，可以采用原生质体，悬浮培养的细胞，愈伤组织离体的植物器官或整体植株。无论采用何种受体系统，都必须使转化的细胞再生为完整植物，植株再生是植物基因工程的一个主要环节。如龙葵、菘蓝。

二、植株再生的基本原理

生物界普遍存在再生现象，生物再生是自然选择和人工选择的结果。通常低等生物具有较强的再生能力，神经系统愈发达的高等动物，再生能力愈弱。在植物中，细胞、组织和器官，在离体培养条件下，可以生长和发育，形成完整植株。但是，不同种植物，或者同种植物不同品种，甚至同一植物不同组织和器官的细胞，再生能力也有差别。通常野生植物比栽培植物再生能力强，无性繁殖的植物强于种子繁殖的植物。

植株再生的基础在于细胞具有遗传全能性，即每一个细胞含有产生一个完整有机体的全部遗传信息，在适当的条件下，一个具有全能性的活细胞，其发育和分化，受其DNA上面的部分基因的被活化或阻抑所控制，一个细胞可以形成一个完全新的有机体。在离体培养物上再生植株，是离体培养物的细胞在各种环境因子的刺激和作用下，经过脱分化和再分化的结果。可能由于植物细胞分化状况仅有相对的稳定性，在离体培养中，特异化的细胞比较容易经脱分化恢复全能性，全能性的脱分化细胞经过再分化，产生完整的小植株。其中分化是植株再生的中心问题，和许多因素有关。植物激素是化学信使，作为基因表达的“效应子”，对RNA和蛋白质的合成起直接影响，在细胞脱分化和再分化的过程中起着重要的、有时是决定性的作用。

虽然许多问题还非常不清楚，但是，植株再生的基本原理，目前认为是：（1）植物细胞全能性；（2）植物细胞的脱分化和再分化；（3）植物激素的平衡作用。这些基本原理，既是组织培养的一般指导原则，也是一些有待于深入研究的基本理论课题。

三、植株再生的基本途径

从离体培养物上再生植株，存在两条形态发生的基本途径，即器官发生和胚胎发生。

这两种形态发生，有的经过愈伤组织阶段，有的则直接产生于离体的母体组织。

（一）器官发生

器官发生途径是通过器官分化形成完整植株，如贝母、藏红花、紫背天葵、芦荟。离体培养物的器官分化，包括不定芽、不定根、鳞茎、球茎、块茎、原球茎以及花的形成。通过不定芽和不定根形成再生植株，有三种方式：（1）先形成芽，而后在芽上产生根；（2）先形成根，而后在根上产生芽；（3）在愈伤组织上同时产生芽和根，以后芽和根之间形成维管系统，连结成统一的轴状结构。大多数情况为第一种方式。通过鳞茎、球茎、块茎、原球茎等器官分化，也有不同情形。

在植物组织培养中，虽然通过器官发生途径再生植株的研究报道很多，但是有关基础研究的资料仍很贫乏。大多数的研究继续集中在外植体、培养基和环境条件这三类因子调控作用的经验性操作。在大多数情况下，人们仅能观察已经表现出来的分化状态，而很难跟踪分化的过程。与形态发生的起源和方向有关的因素，目前的认识还很模糊，在这些因素中，包括有离体培养体系中各类物质的变化和相互作用，这些物质来自培养基、外植体及其培养过程中的代谢产物。

在离体培养中，只有少量的细胞被启动，而且起始是不同步的。Torrey（1966）提出拟分生组织假说，形态发生起始于愈伤组织中形成的分生细胞团，即拟分生组织。在培养体系内各种因子的作用下，由拟分生组织产生不同的原基，由于作用因子的性质不同，或者形成根，或者形成芽，或者发育为胚状体。拟分生组织可能发生于组织与培养基的界面，其形成部位可能决定于从培养基向组织扩散的物质造成的生理梯度。

Skoog和Miller等提出激素平衡假说，认为器官分化和细胞分裂素与生长素的比例有关。在大多数情况下，生长素与细胞分裂素的高比值，利于根形成，而相反的比值利于芽的发生。由于外植体内源激素的存在和抑制物质的累积，也有不少相反的情况。在实际应用这一原则时，有时需要增加或省略某一类植物激素，对下述因素作出必要的考虑：（1）植物激素的种类和组合；（2）植物激素的绝对浓度；（3）植物激素，主要是细胞分裂素和生长素的比例；（4）植物激素的顺序效应；（5）其它因素的影响，如外植体、营养条件、碳源种类和浓度以及其它理化因素。

（二）胚胎发生

从胚胎发生途径再生植株是先形成胚状体，通过胚状体萌发而形成完整的小植株。在高等植物中胚状体的发生是一个普遍现象，现在已观察到40多科150多种植物具有胚胎发生能力。关于胚状体的概念，朱澂提出（1978），胚状体是植物组织培养中起源于非合子细胞，经过胚胎发生和胚胎发育过程形成的胚状结构。这个定义包括下列几点含义：（1）胚状体是组织培养的产物，只限于在组织培养范围内使用，区别于无融合生殖的胚；（2）胚状体起源于非合子细胞，区别于合子胚；（3）胚状体的形成经历胚胎发育的过程，区别于组织培养中分化的芽体。

胚状体的来源可以分为五类：（1）组织器官；（2）愈伤组织；（3）游离单细胞；（4）小孢子；（5）原生质体。其中有的起源于单细胞，有的起源于多细胞。胚状体发生方式有两种（Sharp et al，1980）：（1）直接发生：胚状体形成不经过愈伤组织，直接来自离体培养组织中预决定胚性细胞（Preembryogenic determined cell）；（2）间接发生：胚状体发生经过愈伤组织，从愈伤组织的诱导决定胚性细胞（Inced-embryogenic determined cell）发育而成。在培养体系有关因子的作用下，胚性细胞不断分裂和增殖，形成胚性细胞团，进而发育成球形胚。通常胚性细胞较小，核大，细胞质浓厚，富有大的淀粉粒。球形胚组织可以与周围组织分离，和合子胚发育过程相似，由球形胚发育分化为心形胚、鱼雷形胚和具有子叶的成熟胚状体。成熟的胚状体形态和合子胚相似，具有胚根、胚芽和子叶。在分化培养基上，胚状体像种子一样萌发，胚轴伸长，叶片展开，发育根和形成叶绿素，多种器官再进一步生长形成小植株。由于胚状体的形成，导致了人工种子的研制。

从胚状体发生到植株形成是一个连续过程，可以分为三个连续阶段：（1）胚状体的起源；（2）胚状体的分化；（3）胚状体萌发生长，形成小植株。在实际操作中，胚性细胞的诱导及其形成胚状体的发育过程，可能在同一个培养基上形成，或者分别需要经过两次培养。胚状体形成绿色植株，则需要转至分化培养基。如果培养基中的化学物质，主要是植物激素的不平衡。胚性细胞的分化和胚状体的发育会受到抑制，而发生畸形胚性组织块。这些畸形结构也可能具有胚胎发生潜力。

胚胎发生与植物激素的关系因植物而异，可有几种类型：

1.专一性生长素型

胚胎发生必须有生长素存在，其它植物激素的存在起抑制作用。这种类型又有两种情况：（1）诱导胚性细胞必须有生长素，胚状体形成和发育，则需要降低或者去除生长素，如胡萝卜；（2）胚状体诱导和发育可在同一生长素培养基上进行。如人参。

2.非专一性生长素型

胚胎发生需要生长素，其它植物激素，如细胞分裂素、赤霉素或脱落酸，在一定配比下有协同作用，如酸枣。

3.非生长素型

胚胎发生不需要生长素，可在细胞分裂素培养基上形成，如檀香。

4.非激素型

胚胎发生不需要植物激素，如曼陀罗花药培养。

胚状体分化绿苗，通常需要降低或去除生长素，而细胞分裂素、赤霉素具有主要作用，如人参、西洋参。

在体细胞胚胎发生中，还原态氮化物具有重要作用。还原态氮化物包括无机氮，如NH+4；有机氮化物，如氨基酸、酰胺、水解酪蛋白等。在通常情况下，还原态氮化物有利于胚状体的发生，但是作用机理并不清楚，不同植物反应也不相同。许多研究表明，生长素和还原态氮化物的浓度比例可能起着重要作用。

不同植物不同离体培养物再生植株的途径可能不同，有的主要通过器官发生途径，如烟草，有的很容易发生胚状体，如胡萝卜。但是许多植物再生植株，既可以通过器官发生途径，也可以通过胚胎发生途径，植物激素可以进行调控，如人参、西洋参等。通常诱导芽体分化需要细胞分裂素，诱导胚状体发生则生长素起重要作用。

在离体培养物上分化芽体和胚状体，它们的主要区别在于：芽体具有单极性，与离体培养物有维管组织联系，根和芽不同时产生；胚状体具两极性，即有根端（胚根）和茎端（胚芽），与离体培养物无直接联系，是一个完整的植物体雏形。由于体细胞胚胎发生研究的进展，导致了人工种子的研制。

四、植株再生的限制因素

（一）植株再生的限制因素

在离体培养物上再生植株，可以分为外植体、培养基和环境条件三类调控因子。在这三类因子中，虽然它们的作用都很重要，但是比较起来，植株再生能否成功，限制因素主要不在于培养基，而在于培养材料本身，即培养材料细胞全能性的表达程度。

1.遗传型（基因型）的影响

不同植物种之间再生能力有很大差别，有的再生能力很强，如茄科、伞形科、十字花科等；有的再生比较困难，如豆科植物。同一种植物不同品种再生能力也有不同。由于遗传型的影响，决定了植株再生的难易程度和应用前景。我们在研究五加科药用植物人参、西洋参、三七和刺五加种胚培养再生植株时，得到下述结果：（1）在附加BA2mg/l+NAA0.5mg/l的培养基上，人参和西洋参种胚培养物可以直接启动芽分化，转入含有赤霉素的培养基上则形成不定芽，而三七和刺五加则无芽体分化。（2）在有生长素的培养基上，这四种药用植物种胚培养物上均有胚状体发生，但是对生长素的种类和浓度反应不同。在附加2，4-D0.5—1.0mg/l时，胚胎发生能力依次为：西洋参＞人参＞刺五加，而三七未观察到胚胎发生。在含有IAA的培养基上，高浓度的IAA促进人参种胚体细胞胚胎发生，而三七和刺五加则以低浓度IAA为宜。（3）在上述的生长素条件下，人参和西洋参为间接胚胎发生，而三七和刺五加为直接胚胎发生。

2.外植体的来源

在离体培养中，可用作培养的材料很多，包括器官、组织，甚至单细胞。虽然植物细胞具有全能性，但它的表达可能仅限于某些特殊的细胞，这些细胞可能预先存在于外植体中，或者产生于培养过程之中。许多实验表明，培养材料的特性，不仅影响再生的可能性，而且影响植株增长速率和植株的品质。在选用培养材料时可以观察到，分生组织易于分化，子叶基部再生较强，成年树木的叶片，可能逆转性较差，细胞全能性难以表达。我们在研究西洋参离体培养再生植株时，不同外植体来源的愈伤组织，细胞全能性的表现程度不同（表13—10）。

表13—10 西洋参不同外植体愈伤组织细胞全能性的表现程度

3.外植体的状况

外植体的发育阶段和年龄，外植体内源激素和生理状态（取材季节），外植体大小，外植体的预处理，以及母体植株的质量等均影响植株再生的能否成功。在选择外植体时，需要了解植物的生物学特性。

（二）外植体的种类和选用

在离体培养中，可供外植体的材料多种多样，可以根据研究目的、再生途径和实验经验进行选用。

1.带芽的外植体

包括茎头、侧芽、原球茎、鳞茎等，这类外植体产生的植株成功率较高，变异性较小，容易保持材料的优良特性，通常用于快速繁殖和培养无病毒植株（茎尖培养）。在培养时，为了诱导茎轴伸长，在培养基中多附加有生长素和赤霉素；如果诱导腋芽生长以产生丛生芽，在培养基中常含有大量的细胞分裂素。

2.由分化的组织构成的外植体

包括茎段、叶片、根等营养器官；花茎、花瓣、花萼、花药、子房，胚珠、果实等生殖器官。这类外植体在培养过程中通常形成愈伤组织，通过器官发生和胚胎发生途径再生植株。通过器官发生途径再生植株，通常选用在自然条件下能产生不定芽的器官组织，这要根据不同植物的特性加以选择，例如芦荟选用茎段，菊花选用花瓣，百合选用鳞片等。通过胚胎发生途径，常选用胚、幼嫩花序、分生组织等作外植体。这类外植体再生植株变异性较大，可用于无性系变异和突变体筛选，或者用于单倍体育种，如花粉植株。

3.由遗传转化的细胞构成的外植体

主要是指冠瘿瘤转化系统和直接DNA转化系统，用于植物遗传工程。

五、再生植株的培养方法

（一）再生植株的培养步骤

1.建立无菌培养物

这一步骤包括选取外植体，材料表面灭菌和在培养基上接种培养。能否得到无菌培养物，首先决定于植物材料的状况，应尽可能使用在培养室或温室栽种的生长健康旺盛的材料。田间材料灭菌比较困难，常采用下述方法：（1）用抗菌素溶液和杀菌剂预处理植株；（2）用塑料袋包裹枝条；（3）采回枝条扦插，利用新生的芽；（4）对培养材料进行多次灭菌。有一些植物的外植体在接种后和培养过程中发生褐变，可以选用一些抗氧化剂、解毒剂或吸附剂加入到培养基中，如柠檬酸、抗坏血酸，及半胱氨酸、聚乙烯吡咯烷酮、二硫苏糖醇、促长啉、氯胺丁、二乙基二硫代氨基甲酸酯、活性炭等，以改善褐变情况。

2.愈伤组织的培养

愈伤组织是植物组织培养中最常遇到的一个阶段，为了快速繁殖遗传性一致的优良株系，使变异小于3%，需要尽量避免愈伤组织，然而在品种改良方面，诱导愈伤组织是有益的。

愈伤组织通常产生于外植体伤口的表层细胞。愈伤组织的生长特性取决于植物材料、培养基和环境条件，从外植体到愈伤组织建立，大体上经历诱导、细胞分裂和分化阶段。在外界条件尤其是植物激素的作用下，少数细胞被启动，新陈代谢加强，而进入活跃的细胞分裂，外植体细胞逆转为分生组织，或脱分化为愈伤组织。愈伤组织的生长没有明显的极性，只有内外的生长陡度，外围的细胞分裂和生长快于内部细胞。第三个时期，愈伤组织出现细胞分化和产生某些次生代谢产物。愈伤组织最重要的特征是可以通过器官发生或胚胎发生形成根、芽和胚状体，进而形成小植株。

愈伤组织通常表现为淡黄色、白色、绿色，有的含有花色素苷形成的颜色。愈伤组织有松散型和紧密型。同一来源的愈伤组织，在继代培养中经过人工筛选，可以得到不同的细胞系，它们在细胞分化程度、颜色、生长速度、对营养条件和激素条件的要求、合成特殊物质的能力等方面有很大的差异。变异是愈伤组织另一个重要特征。这些变异有表现型变异和基因型变异。基因型变异可能有倍性变化，染色体畸变、基因序列变化。通过对有益变异的选择可以用于品种改良。

从外植体形成愈伤组织，与植物激素的关系大致有下述情况：（1）仅需要生长素；（2）仅需要细胞分裂素；（3）需要生长素和细胞分裂素；（4）不需要植物激素。在大多数情况下，生长素是诱导愈伤组织的主要因子。

在培养过程中，由于营养逐渐耗尽，琼脂失水逐渐变干，代谢产物累积而使毒性提高，愈伤组织培养一段时间需要转移至新鲜培养基上进行继代培养，在固体培养基上，一般4—6周继代培养一次。转移的培养体，大约5—10mm，重20—100mg左右（Street，1969）。体积太小可能生长很慢，或者不生长，但是在进行抗性筛选时，培养体体积要小些。愈伤组织继代培养基和脱分化培养基的成分和激素条件，可能相同，也可能不同，因植物而异。由于长期继代培养使内源激素含量增加，继代培养基的激素种类和含量需要作适当的调整。

3.无性系的建立

从离体培养物上建立无性系，经常遇到变异、细胞分化能力丧失和出现玻璃苗等问题。对每一种植物的离体培养，需要通过大量的试验，确定最佳培养条件，使之程序化，以便达到应用目的。建立无性系的途径大致可用图13—2表示。

图13—2 无性系建立示意图4.生根

从芽和嫩枝诱导生根的难易程度首先取决于植物的遗传型。草本植物一般比木本植物容易。成年树产生的芽和嫩枝，比幼态树的生根困难。诱导生根通常在生根培养基上加入适量的生长素，如萘乙酸、吲哚丁酸、吲哚乙酸。有些植物可以在无激素培养基上生根。生根培养基可以和前培养基相同，也经常使用1/2、1/3或1/4浓度的高盐培养基，或者总盐浓度较低的培养基。铁盐有益于根的形成，一般维持原浓度。蔗糖对于生根是必要的，不同的植物需要量可能不同。

一些难以生根的植物可以试用一些其它的方法：（1）用高浓度生长素溶液预处理若干小时，而后用无菌水洗净接入无激素培养基；（2）使用滤纸桥或蛭石代替琼脂作支持物诱导生根；（3）在生根培养基上添加一些附加物，如活性炭、B9、二甲亚砜、根皮苷、根皮酚等物质；（4）在试管中诱导休眠器官，如小块茎、小球茎、地下茎等；（5）切割嫩枝直接进行扦插或水培等。

5.移栽

有的植物移栽比较容易，例如：芦荟试管苗直接移入土中，成活率可达100%，而人参试管苗移栽目前尚未见有成功的报道。对于许多植物需要具体研究其特殊的移栽技术。

（1）培养壮苗，移栽前进行锻炼。

（2）逐步过渡，先经过人工基质，如蛭石、砂粒、珍珠岩、焦渣、心土等，而后移入土壤。对于易感病的植物，人工基质可采用高温灭菌、化学灭菌或药剂灭菌。

（3）选择合适的移栽时期。许多木本植物和一部分草本植物，当根原基突起或形成几毫米短根时移栽成活率最高。有的草本植物可进行二次生根诱导，在第一次生根老化后再诱导新根进行移栽。

（4）控制移栽环境条件，保持高湿度和良好通风，避免阳光直射和温度过大波动。有些植物需要模拟其生态环境。

（5）病害及时防治。常见为立枯病，可用多菌灵等农药对幼苗和基质进行定期喷洒。

（6）进行试管苗嫁接。

（二）培养基和环境条件

1.培养基

根据培养材料和培养目的，植物组织培养可以分为许多种类，如器官培养，茎尖培养，花药和花粉培养，子房和胚珠培养，胚胎培养，胚乳培养，果实培养，细胞悬浮培养，分生组织培养，愈伤组织培养，原生质体培养和细胞融合等。不同植物不同种类的组织培养需要选用不同的培养基。目前可供植物组织培养的培养基约有250余种。对于一般的试管繁殖，为了降低生产成本，有的采用简化培养基，用食用糖代替试剂用蔗糖，用普通水代替蒸馏水配制培养基。静置浅层液体培养比琼脂固体培养可降低成本70—80%，目前已用于一些植物的快速繁殖。

2.环境条件

包括培养基酸碱度，培养温度、光照条件和通气条件等。

一般植物组织生长的最适pH在5—6.5之间，固体培养基常用pH5.8，液体培养基常用pH5.0。

培养温度一般为20—28℃左右。高温（大约为27℃）适合于热带品种，低温（20℃左右）有利于高山植物的离体培养。在试管内形成鳞茎球茎、块茎等休眠器官时，其萌发常需要低温处理。

愈伤组织培养一般可在暗中进行。对于光自养离体培养物培养、器官发育和植株形成需要光照。光照强度范围300—10000lx，一般1000—3000lx。一般培养室可设计用自然光代替日光灯。一些研究表明，不同波长的彩色光对愈伤组织的建成和器官的分化表现一定的影响，而且随植物种类和器官不同而异。光照时间因植物特性和实验目的而定，可连续光照，或周期性光照10—16小时。块茎和其它贮藏器官的形成可能需要较长的黑暗时期。研究花器官发生时需要根据植物特性控制光照时间。

在固体培养基上通常可以不考虑空气成分，虽然在培养过程中有乙烯产生。液体培养需要注意通气。细胞悬浮培养一般采用振荡法通气。在器官分化时，可用转床，使组织能间隔在液体培养基中生长。小体积的静置浅层液体培养，培养时间需要缩短，大约四周继代培养一次。为了保存繁殖材料，仍应采用固体培养。

六、我国药用植物离体培养再生植株研究概况

在药用植物栽培生产中，不少名贵药用植物生长周期长，用常规育种需要很长时间，如人参、黄连等。有的药用植物繁殖系数小，耗种量大，如贝母、番红花等。有的因病毒为害而退化，影响产量和质量，如地黄、太子参等。一些价格昂贵的野生药用植物资源极少，生长缓慢，如黑节草、霍山石斛等。一些进口南药因种苗奇缺而影响扩大生产，如乳香、血竭等。为了应用植物生物技术对药用植物进行品种改良、快速繁殖、种质保存和开展遗传工程研究，药用植物离体培养再生植株的研究和应用日益引起人们的兴趣和重视。

目前，离体培养的试管药用植物已达百种以上，如：爵床科九头狮子草（Peristrophe japonica），猕猴桃科中华猕猴桃（Actinidia chinensis）、中华猕猴变种（A.chinensis var.sp.）、硬毛猕猴桃（A.chinensis var.hispide）夹竹桃科长春花（Catharanthus roseus）、夹竹桃（Nerium indicum）、蛇根木（Rauwolfia serpertina），五加科刺五加（Acanthopanax senticosus）、人参（Panax ginseng）、竹节参（P.japonicus）、西洋参（P.quinquefolium）、三七（P.notoginseng），萝摩科马利筋（Asclepias curassavica）、印度娃儿藤（